- Код статьи
- 10.31857/S0026365624050053-1
- DOI
- 10.31857/S0026365624050053
- Тип публикации
- Статья
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 93 / Номер выпуска 5
- Страницы
- 562-571
- Аннотация
- Штамм Achromobacter insolitus LCu2, изолированный с корней люцерны посевной (Medicago sativa L.), утилизировал коричную кислоту, а также ее метокси-производные ‒ ванилиновую и феруловую кислоты – в качестве единственного источника углерода. Слабый рост был отмечен на м-кумаровой, но не на о- и п-кумаровых кислотах. Рост на коричной кислоте был медленным и диауксичным. Убыль субстрата из среды культивирования составила 53%, деструктивная эффективность – 30 мкг/мг сырой биомассы в течение 14 сут. Несмотря на бактерицидное действие коричной кислоты, культура A. insolitus LCu2 длительное время сохраняла жизнеспособность. Геномный анализ позволил выявить два генных кластера hca и mhp, отвечающих за дигидроксилирование фенильного кольца (hcaA1A2CDB) и его последующее расщепление до продуктов центрального метаболизма (mhpACDE), а также транскрипционный регулятор (hcaR) и предполагаемый транспортер (hcaT). Предположительный биохимический путь деградации коричной кислоты штаммом A. insolitus LCu2 был предсказан с использованием геномных данных.
- Ключевые слова
- коричная кислота диоксигеназа бактерии-деструкторы hca mhp Achromobacter insolitus
- Дата публикации
- 15.09.2024
- Год выхода
- 2024
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 30
Библиография
- 1. Анохина Т. О., Есикова Т. З., Гафаров А. Б., Поливцева В. Н., Баскунов Б. П., Соляникова И. П. Альтернативный путь метаболизма нафталина у штамма Rhodococcus opacus 3D, включающий образование орто-фталевой и производных коричной кислоты // Биохимия. 2020. T. 85. P. 412‒427.
- 2. Anokhina T. O., Esikova T. Z., Gafarov A. B., Polivtseva V. N., Baskunov B. P., Solyanikova I. P. Alternative naphthalene metabolic pathway includes formation of ortho-phthalic acid and cinnamic acid derivatives in the Rhodococcus opacus strain 3D // Biochemistry (Moscow). 2020. V. 85. P. 355‒368.
- 3. Ермакова И. Т., Шушкова Т. В., Леонтьевский А. А. Микробная деструкция органофосфонатов почвенными бактериями // Микробиология. 2008. Т. 77. С. 689‒695.
- 4. Ermakova I. T., Shushkova T. V., Leont’evskii A. A. Microbial degradation of organophosphonates by soil bacteria // Microbiology (Moscow). 2008. V. 77. P. 615‒620.
- 5. Andreoni V., Bestetti G. Comparative analysis of different Pseudomonas strains that degrade cinnamic acid // Appl. Environ. Microbiol. 1986. V. 52. P. 930‒934.
- 6. Berman H. M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T. N., Weissig H., Shindyalov I. N., Bourne P. E. The Protein Data Bank // Nucl. Acids Res. 2000. V. 28. P. 235‒242. https://doi.org/10.1093/nar/28.1.235
- 7. Bugg T. D.H. Overproduction, purification and properties of 2,3-dihydroxyphenylpropionate 1,2-dioxygenase from Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta. Protein Struct. Mol. Enzymol. 1993. V. 1202. P. 258‒264.
- 8. Chamkha M., Labat M., Patel B. K., Garcia J. L. Isolation of a cinnamic acid-metabolizing Clostridium glycolicum strain from oil mill wastewaters and emendation of the species description // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 2049‒2054.
- 9. Chen J., Li W., Wang M., Zhu G., Liu D., Sun F., Zhang X. C. Crystal structure and mutagenic analysis of GDOsp, a gentisate 1, 2-dioxygenase from Silicibacter pomeroyi // Protein Sci. 2008. V. 17. P. 1362‒1373.
- 10. Croteau R., Kutchan T. M., Lewis N. G. Natural products (secondary metabolites) // Biochemistry and molecular biology of plants / Eds. B. Buchanan, W. Gruissem, R. Jones. Ch. 24. 2000. P. 1250‒1319.
- 11. Díaz E., Ferrández A., García J.L. Characterization of the hca cluster encoding the dioxygenolytic pathway for initial catabolism of 3-phenylpropionic acid in Escherichia coli K-12 // J. Bacteriol. 1998. V. 180. P. 2915‒2923.
- 12. Fairley D. J., Wang G., Rensing C., Pepper I. L., Larkin M. J. Expression of gentisate 1,2-dioxygenase (gdoA) genes involved in aromatic degradation in two haloarchaeal genera // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. V. 73. P. 691‒695.
- 13. Ferraroni M., Matera I., Steimer L., Bürger S., Scozzafava A., Stolz A., Briganti F. Crystal structures of salicylate 1,2-dioxygenase-substrates adducts: a step towards the comprehension of the structural basis for substrate selection in class III ring cleaving dioxygenases // J. Struct. Biol. 2012. V. 177. P. 431‒438.
- 14. Johnson M., Zaretskaya I., Raytselis Y., Merezhuk Y., McGinnis S., Madden T. L. NCBI BLAST: a better web interface // Nucl. Acids Res. 2008. V. 36. Suppl. 2. P. W5‒W9.
- 15. Kanehisa M., Goto S. KEGG: Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes // Nucl. Acids Res. 2000. V. 28. P. 27‒30.
- 16. Kefeli V. I., Kalevitch M. V., Borsari B. Phenolic cycle in plants and environment // J. Cell Mol. Biol. 2003. V. 2. P. 13‒18.
- 17. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms // Mol. Biol. Evol. 2018. V. 35. P. 1547‒1549.
- 18. Malheiro J. F., Maillard J. Y., Borges F., Simões M. Evaluation of cinnamaldehyde and cinnamic acid derivatives in microbial growth control // Int. Biodeterior. Biodegrad. 2019. V. 141. P. 71‒78.
- 19. Mandal S. M., Chakraborty D., Dey S. Phenolic acids act as signaling molecules in plant-microbe symbioses // Plant Signal. Behav. 2010. V. 5. P. 359‒368.
- 20. Mendel S., Arndt A., Bugg T. D.H. Acid-base catalysis in the extradiol catechol dioxygenase reaction mechanism: site-directed mutagenesis of His-115 and His-179 in Escherichia coli 2,3-dihydroxyphenylpropionate 1,2-dioxygenase (MhpB) // Biochem. 2004. V. 43. P. 13390‒13396.
- 21. Monisha T. R., Ismailsab M., Masarbo R., Nayak A. S., Karegoudar T. B. Degradation of cinnamic acid by a newly isolated bacterium Stenotrophomonas sp. TRMK2 // 3 Biotech. 2018. V. 8. P. 1‒8.
- 22. Perez-Pantoja D., De la Iglesia R., Pieper D. H., González B. Metabolic reconstruction of aromatic compounds degradation from the genome of the amazing pollutant-degrading bacterium Cupriavidus necator JMP134 // FEMS Microbiol. Rev. 2008. V. 32. P. 736‒794.
- 23. Rajkumari J., Borkotoky S., Murali A., Suchiang K., Mohanty S. K., Busi S. Cinnamic acid attenuates quorum sensing associated virulence factors and biofilm formation in Pseudomonas aeruginosa PAO1 // Biotechnol. Lett. 2018. V. 40. P. 1087‒1100.
- 24. Salvador V. H., Lima R. B., dos Santos W. D., Soares A. R., Böhm P. A.F., Marchiosi R., Ferrarese-Filho O. Cinnamic acid increases lignin production and inhibits soybean root growth // PLoS One. 2013. V. 8. Art. e69105.
- 25. Siqueira J. O., Nair M. G., Hammerschmidt R., Safir G. R., Putnam A. R. Significance of phenolic compounds in plant-soil-microbial systems // Crit. Rev. Plant Sci. 1991. V. 10. P. 63‒121.
- 26. The UniProt Consortium. UniProt: the Universal Protein Knowledgebase in 2023 // Nucl. Acids Res. 2023. V. 51. Iss. D1. P. D523–D531.
- 27. Ye S. F., Zhou Y. H., Sun Y., Zou L. Y., Yu J. Q. Cinnamic acid causes oxidative stress in cucumber roots, and promotes incidence of Fusarium wilt // Environ. Exp. Bot. 2006. V. 56. P. 255‒262.
